PRESENTAZIONE

L'insegnamento approfondisce i meccansimi molecolari della gestione dell'informazione nella cellula procariotica ed eucariotica tramite l'acquisizione di conoscenze che sono necessarie per la comprensione delle molteplici funzionalità degli esseri viventi, delle loro dinamiche evoltutive, delle loro patologie e del loro adattamento ai differenti ambienti del pianeta. Il percorso si completa con lo studio teorico e pratico delle principali tecniche di indagine dei genomi e dei relativi trascritti

OBIETTIVI E CONTENUTI

OBIETTIVI FORMATIVI

Lo studente acquisisce la consapevolezza che: a.a) le principali molecole che partecipano alle migliaia di reazioni chimiche, che avvengono contemporaneamente in un vivente, sono in realtà poche decine; a.b) tutti i processi biologici hanno una base molecolare, la cui conoscenza consente di formulare modelli comprensibili e riproducibili di valenza universale con l’impiego determinante delle moderne tecnologie informatiche

OBIETTIVI FORMATIVI (DETTAGLIO) E RISULTATI DI APPRENDIMENTO

L'insegnamento ha la specifica finalità di permettere allo studente di acquisire le conoscenze di base su quanto di pertinenza della disciplina. All'acquisizione dei crediti previsti, esso dovrà dimostrare di avere nel proprio bagaglio culturale una conoscenza approfondita dei meccanismi che sono alla base dei processi di replicazione, trascrizione e traduzione dell'informazione genetica, nonché informazioni dettagliate sull'organizzazione strutturale degli acidi nucleici, sui meccanismi di ricombinazione e trasposizione e sulle molteplici funzioni dell'RNA. Dovrà altresì possedere una chiara ed approfondita conoscenza del ruolo del codice genetico quale sistema universale di gestione dell'informazione negli esseri viventi.

L'insegnamento inoltre permetterà di acquisire le informazioni relative a quelle che sono le principali tecniche ad oggi utilizzate per lo studio del genoma, quali PCR e PCR quantitativa, sequenziamento degli acidi nucleici e DNA chip e loro relative applicazioni nei vari ambiti professionali (ricerca, diagnostica medica, medicina forense, monitoraggio della qualità ambientale e alimentare) oltre alle tecniche di base per la realizzazione di genoteche, cDNA library e le principali tecniche di gestione del DNA ricombinante

L'attività pratica prevista inoltre renderà lo studente capace di gestire autonomamente le principali tecniche di laboratorio oggi impiegate per l'estrazione e l'analisi elettroforetica del DNA, per l'ottenimento di cDNA da messaggeri estratti da cellule eucariotiche, per la loro amplificazione a mezzo PCR e per la successiva analisi elettroforetica dei risultati.

PREREQUISITI

Per affrontare in maniera efficace lo studio della biologia molecolare è necessario avere acquisito le conoscenze della chimica generale ed inorganica (in particolare ampia padronanza dei concetti base termodinamica chimica, equilibri chimici, pH), della chimica organica (in particolare acquisita conoscenza delle principali classi di molecole organiche e approfondita conoscenza delle quattro classi di macromolecole biologiche) e della biochimica (in particolare è richiesta una approfondita conoscenza della struttura delle proteine, del concetto di catalisi enzimatica, dei principali processi del metabolismo energetico).

MODALITA' DIDATTICHE

Lezioni frontali

Esercitazioni in laboratorio

PROGRAMMA/CONTENUTO

Lezioni frontali (8 CFU):

Struttura del DNA. Concetto di gene.
Cromatina ed istoni, il nucleosoma e le topoisomerasi
Meccanismi molecolari di replicazione del DNA in procarioti ed eucarioti. Le DNA polimerasi di procarioti ed eucarioti (struttura, funzioni, attività nucleasiche), la DNA primasi, l’elicasi. Il controllo della fedeltà della replicazione.
I frammenti di Okazaki, l’RNAsi H; la DNA ligasi. I meccanismi di inizio della replicazione in procarioti ed eucarioti, la DNAA, il Replicatore, l’iniziatore, il ruolo delle CDk nel controllo dell’inizio della replicazione.
Il termine della replicazione in procarioti ed eucarioti; la topoisomerasi nei batteri e la telomerasi negli eucarioti.
La trascrizione nei procarioti e negli eucarioti: i promotori; i fattori di trascrizione nei batteri; le RNA polimerasi di procarioti ed eucarioti; il moderatore; la terminazione della trascrizione; la gestione complessiva della trascrizione negli esseri viventi.
La maturazione del messaggero negli eucarioti; il capping in 5’, la poliadenilazione; l’autosplicing degli introni di tipo I e II; lo splicing gestito dallo spliceosoma; lo splicing alternativo
L’rRNA; la sintesi del tRNA. La sintesi dell’aminoacil tRNA e le aminoacil tRNA sintetasi.
Il codice genetico.
La traduzione in procarioti ed eucarioti.
La regolazione post-trascrizionale dell’espressione genica, gli RNA regolatori in batteri; i riboswitch, l’RNAi, le basi molecolari dell’RNA interference; i micro RNA.
La ricombinazione sito specifica e le ricombinasi. La ricombinazione VDJ.
La ricombinazione omologa.
I trasposoni a DNA.
I retrotrasposoni. I SINES e la dimostrazione della loro origine da retrotrasposoni.
La sintesi degli oligonucleotidi.
La PCR, Principi ed applicazioni.
La trascrittasi inversa; il cDNA; l’amplificazione del messaggero; il 3’ e 5’ RACE;
La PCR quantitativa.
L’analisi del trascritto: i DNA chip-tecniche di costruzione ed impiego.
Il sequenziamento con il metodo Sanger; il pyrosequencing, il sistema 454, il sequenziamento con il metodo illumina.
Gli enzimi di restrizione, le mappe di restrizione.
Il DNA ricombinante: principi di base, i vari vettori (plasmidi, fagi, cosmidi, BAC e YAC); le modalità di costruzione di una genoteca;
Librerie di cDNA e loro usi.
La mutagenesi sito specifica.
Il sequenziamento del genoma umano, tecniche e problematiche.
Il DNA satellite e suoi impieghi in genetica forense. Il test del DNA e il test di paternità.
Il DNA mitocondriale e il DNA dei cloroplasti: replicazione, caratteristiche funzionali e strutturali. L’impiego del DNA mitocondriale nello studio dell’evoluzione. Eva Mitocondriale. Y-Adam. L’impiego del DNA mitocondriale in genetica forense.
La biologia sintetica. La definizione di un genoma minimo batterico; la realizzazione del primo microrganismo artificiale.
L’approccio antisenso. Gli oligonucleoitidi antisenso; i PNA
La Xenobiologia: L’espansione del codice genetico. L’impiego del codone Amber per l’inserimento di aminoacidi non naturali nelle proteine; i tRNA ortogonali e relative sintetasi
I ribosomi ortogonali; la produzine di proteine aliene; gli XNA, il rapporto XNA-DNA
Tecniche di indagine avanzata delle macromolecole biologiche: la spettrometria di massa (principi generali e cenni su applicazioni specifiche)
Le nanotecnologie basate sull’impiego e la manipolazione del DNA. I DNA origami; le optical tweezers.
Le basi molecolari dell’origine della vita.

Parte pratica (1CFU):

Estrazione del DNA plasmidico da cellule batteriche, digestione con enzimi di restrizione, elettroforesi su gel di agarosio.
Estrazione dell’RNA da linee cellulari di mammifero, dosaggio dell’RNA, retrotrascrizione a cDNA.
amplificazione PCR di una specifica sequenza genica trascritta. Analisi elettroforetica del prodotto.

TESTI/BIBLIOGRAFIA

L'approfondimento individuale dei contenuti previsti dal programma potrà essere effettuato su qualunque testo universitario di biologia molecolare offerto dal mercato, purchè trattasi di edizioni aggiornate all'ultimo quinquennio.

DOCENTI E COMMISSIONI

Commissione d'esame

MARCO GIOVINE (Presidente)

MARINA POZZOLINI

LEZIONI

INIZIO LEZIONI

Le lezioni del primo semestre avranno inizio a partire dal 23 Settembre 2019,  ed avranno termine entro il 17 Gennaio 2020. Le lezioni del secondo semestre avranno inizio a partire dal 17 Febbraio  2020 e avranno termine entro il 12 Giugno 2020.Consultare orario dettagliato al seguente link: https://easyacademy.unige.it/portalestudenti/

Orari delle lezioni

BIOLOGIA MOLECOLARE E LABORATORIO

ESAMI

MODALITA' D'ESAME

La valutazione dello studente avverrà tramite una verifica scritta delle conoscenze e competenze acquisite durante la parte pratica (max 3 punti su 30) e una verifica orale finale (max 28 punti su 30). Il voto finale sarà dato dalla somma dei due (max 30 lode/30)

MODALITA' DI ACCERTAMENTO

La valutazione finale del percorso formativo verrà effettuata tramite verifica orale, alla cui valutazione (max 28/30) verrà aggiunto il punteggio precedentemente acquisito nella parte pratica (max 3/30).  La verifica orale prevede, per ciascun studente, l'essere esaminato da almeno due componenti della commissione e l'essere tenuto a rispondere ad almeno tre domande inerenti gli argomenti elencati nel programma. Per il superamento dell’esame lo studente dovrà dimostrare di avere acquisito al minimo una conoscenza sufficiente su ciascuno dei tre argomenti trattati. La valutazione finale terrà conto del livello di conoscenza dei contenuti nonché delle capacità espositive e di ragionamento dimostrate nella discussione condotta sugli argomenti richiesti. A questa va aggiunto il contributo della prova di laboratorio. Quest’ultima consisterà in un pre-test svolto in orario di lezione riguardante la verifica degli  argomenti propedeutici alle attività di laboratorio e in una tabella dove ciascun studente dovrà inserire giornalmente i risultati sperimentali ottenuti e in un test finale a riposta aperta inerente le modalità di impego delle tecniche utilizzate. La valutazione concorrerà al voto finale secondo il seguente criterio: Pre-test: sino ad un massimo di 1,5 punti (da -1 a 1,5); risultati di laboratorio e relativo test finale: sino ad un massimo di 1,5 punti (da -1 a 1,5). Punteggio massimo totalizzabile con le attività di laboratorio: 3/30. In caso di punteggio negativo, si procederà ad una verifica supplementare orale sugli specifici argomenti del laboratorio in sede di esame (il superamento della medesima non prevede assegnazione di punteggio, il non superamento comporta la necessità di ripetere l'esame).

Calendario appelli

ALTRE INFORMAZIONI

La frequenza ai corsi è consigliata per le lezioni teoriche ed obbligatoria per la parte di laboratorio