OBIETTIVI E CONTENUTI

OBIETTIVI FORMATIVI (DETTAGLIO) E RISULTATI DI APPRENDIMENTO

Il tirocinio del III anno di corso prevede 560  ore di attività dello studente presso Laboratori specialistici di Aziende Ospedaliere o ASL convenzionate su tutto il territorio regionale con l'Università di Genova al fine di acquisire competenze con l'attività puramente pratica prevista dal profilo del Tecnico di Laboratorio Biomedico e dal Manifesto degli studi del corso. Il percorso di tirocinio è suddiviso per settori specialistici in periodi che prevedono la frequenza da due a cinque settimane di permanenza. Prima del tirocinio professionalizzante gli studenti devono acquisire 1 CFU di laboratorio propedeutico con presenza obbligatoria.

Acquisire conoscenze e abilità pratiche legate a tecniche di biologia molecolare, tecniche immunoematologiche, immunoistochimche, cromatografiche e citofluorimetriche.

MODALITA' DIDATTICHE

Attività di apprendimento delle tecniche di Laboratorio specialistiche con frequenza obbligatoria del 100% delle ore pianificate dei Laboratori e apprendimento diretto attraverso l'utilizzo di strumentazioni con la guida di professionisti appartenenti allo stesso Profilo Professionale. Non sono previste ore di studio individuale.

PROGRAMMA/CONTENUTO

Settore citofluorimetria o cromatografia 105 h:

Citofluorimetria

Conoscenza delle basi fisiche e tecnologiche della citometria a flusso: schema generale di un citofluorimetro (fluidica, ottica, elettronica); significato dei parametri fisici cellulari valutati in citometria; segnali di fluorescenza; descrizione dei fluorocromi; operazione di compensazione; significato di analisi multiparametrica; strategia di gating; rappresentazione dei dati

Tecniche di colorazione diretta e indiretta di campioni biologici

• Principali metodologie applicative per lo studio del fenotipo e delle funzioni linfocitarie, quali produzione di citochine e proliferazione

Cromatografia

Dimostrazione e caratteristiche del funzionamento dei moduli di un HPLC

Estrazione di un campione su colonna di resina

Utilizzo delle S.I  in diverse metodiche

Lettura di un cromatogramma e eventuali modifiche sulla ritenzione dei tempi di uscita dei picchi

Intervento sul programma di lettura per evidenziare e riconoscere le varie operazioni affinchè venga riconosciuta una sostanza in fase analitica

Esercitazione sulle varie metodiche in fase di eluizione di un campione

Procedimento per stabilizzare una colonna ed identificazione delle varie colonne su un modulo HPLC

Dimostrazione e funzionamento di un LC-MS/MS; estrazione di un campione per analisi in LC-MS/MS

Valutazione di una curva di calibrazione di analisi in LC-MS/MS

Settore immunoematologia  140 h:

• Gruppo sanguigno su adulti; Gruppo sanguigno + TCD su neonati
• Esecuzione fenotipo Rh
• Esecuzione test di ricerca “D” debole
• Test di Coombs diretto/frazionato; Test di Coombs indiretto
• Ricerca ed identificazione anticorpi antieritrocitari
• Eluizione di autoanticorpi
• L’automazione in immunoematologia;
• Ruolo ed attività di un TSLB in un SIT
• Emovigilanza e sicurezza
• Reazioni avverse

Settore biologia molecolare 175 h:

• Organizzazione aree e norme comportamentali nel laboratorio di biologia molecolare
• Estrazione acidi nucleici con metodiche manuali ed automatiche in uso nel laboratorio
• Dosaggio e valutazione qualità acidi nucleici
• Tecniche di PCR, GEL elettroforesi
• Sequenziamento
• Interpretazione risultati
• Manutenzione e uso  strumenti di laboratorio
• Controlli di qualità CQI e VEQ

Settore anatomia patologica  140 h:

• Tecniche immunoistochimiche
• Trattamento preparatorio del materiale per esami immuno-istochimici
• Tecniche immunoistochimiche di base (manuali, semi-automatiche e automatiche)
• Principali markers in immuno-istochimica (lettura data-sheet, diluizione ottimale anticorpo nuovo, ecc)
• Utilizzo dei controlli positivo e negativo
• Preparazione tamponi; manutenzione e gestione strumenti
• Immuno-istochimica su materiale citologico
• Allestimento preparati per diagnostica estemporanea- Colorazioni di elezione per esami intraoperatori - allestimento di citologici per esame intraoperatorio 
• Tecniche di ibridazione in situ (FISH –CISH-SISH); tecniche manuali, semi-automatiche, e automatiche
• Trattamento preparatorio del materiale per analisi FISH (istologico, citologico, decolorato, sangue periferico, aspirato midollare)
• Principali tipi di  sonde lettura del data sheet e messa a punto delle metodiche per nuovi reattivi
• Utilizzo dei controllo (sonda con controllo interno); manutenzione e gestione strumenti.
• Valutazione al microscopio dei preparati eseguiti e della loro adeguatezza, eventuali modifiche da apportare

TESTI/BIBLIOGRAFIA

Nessuno

DOCENTI E COMMISSIONI

Commissione d'esame

CRISTINA CUSATO (Presidente)

SILVIA NASO (Presidente)

NICOLA TRAVERSO (Presidente)

ALESSANDRA SIGNORETTI (Presidente e Coordinatore di corso integrato)

LEZIONI

INIZIO LEZIONI

Il percorso di tirocinio pratico ha inizio dopo la fine delle Lezioni del I semestre dal mese Dicembre al mese Febbraio e dopo le lezioni del II semestre dal mese di Aprile-Maggio al mese di Settembre con una pausa nel mese di Agosto

ESAMI

MODALITA' D'ESAME

Esecuzione di test di Laboratorio con descrizione delle modalità di svolgimento e delle finalità del test per accertamenti di tipo clinico –diagnostico presso il laboratorio didattico.

MODALITA' DI ACCERTAMENTO

L'esame ha luogo alla fine dell'espletamento del tirocinio annuale con esito positivo. Lo studente deve dimostrare di aver acquisito gli obiettivi previsti.

ALTRE INFORMAZIONI

Gli studenti potranno richiedere informazioni e supporto al Coordinatore del Tirocinio e ai Tutor Clinici